Análisis biológicos en el cultivo....pdf
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Universidad de Guayaquil Facultad de Ciencias Naturales Escuela de Biología Análisis Biológicos en el Cultivo del Camarón Litopenaeus Vannamei Sesión de Laboratorio y Campo 2011, Conclusiones, Resultados y Recomendaciones. Realizado por: Jacqueline Gabriela Yunga Gómez Tesina para la Obtención del Título de Bióloga Guayaquil - Ecuador 2013 Universidad de Guayaquil Facultad de Ciencias Naturales Escuela de Biología TESINA PARA LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE BIÓLOGA Análisis Biológicos en el Cultivo del Camarón Litopenaeus Vannamei Sesión de Laboratorio y Campo 2011, Conclusiones, Resultados y Recomendaciones. JACQUELINE GABRIELA YUNGA GÓMEZ GUAYAQUIL - ECUADOR 2013 Universidad de Guayaquil Facultad de Ciencias Naturales Escuela de Biología Prácticas pre-Profesionales sustentadas previo a la Obtención del Título de Bióloga Análisis Biológicos en el Cultivo del Camarón Litopenaeus Vannamei AUTOR: JACQUELINE GABRIELA YUNGA GÓMEZ JEFE INMEDIATO: BLGO. JORGE CHAVEZ R. CONSEJERA ACADEMICA: Dra. MATILDE CORNEJO DE GONZÁLES. @ Todos los derechos reservados. Queda prohibida su copia o modificación con fines comerciales o de distribución sin el permiso previo del autor. Todos los textos, fotografías y gráficos están protegidos por leyes de derechos de autor y tratados sobre la propiedad intelectual. GUAYAQUIL - ECUADOR 2013 ii UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES ESCUELA DE BIOLOGÍA HOJA DE APROBACIÓN ANÁLISIS BIOLÓGICOS EN EL CULTIVO DEL CAMARÓN Litopenaeus vannamei JACQUELINE GABRIELA YUNGA GÓMEZ Dra. Mirella Cadena PRESIDENTE DEL TRIBUNAL Calificación Dr. Pedro Viteri Avellaneda MIEMBRO DEL TRIBUNAL Calificación Blgo. Antonio Torres Noboa MIEMBRO DEL TRIBUNAL Calificación GUAYAQUIL - ECUADOR 2013 iii INVITADOS Dra. Matilde Cornejo A. CONSEJERA ACADÉMICA Abg. Jorge Solórzano C. SECRETARIO FACULTAD CIENCIAS NATURALES GUAYAQUIL - ECUADOR 2013 iv DEDICATORIA Dedico el presente trabajo a mi Dios por darme salud y la oportunidad de terminar con satisfacción mi trabajo. A mí querida madre Jacqueline Evelyn Gómez Yulán por ser el pilar más importante de mi familia y sobre todo en mi vida diaria quien con esfuerzo, sacrificio y compresión ha podido sacarme adelante, he podido cumplir esta meta. Gracias por enseñarme por brindarme lo mejor de la vida, que no es la riqueza, sino el cariño, amor, apoyo incondicional, sobre todo su presencia que es en realidad lo que nos hace familiarmente felices a mis hermanas y sobre todo a mí. Llegar a ser profesional no sólo es un logro mío, es nuestro porque siempre estuviste conmigo compartiendo mis triunfos sobre todos mis fracasos que son muchos, porque en el momento más difícil de mí inmadurez estuviste conmigo sin reproche alguno, apoyándome siempre hasta ahora para poder culminar mis estudios. A mi querido abuelito Ángel María Yunga Tenesaca hoy ausente de esta vida, quien fue unos de los pilares fundamentales en mi familia quien en todo momento supo escucharnos, apoyarnos sobre todo a mi madre quien fue como un padre y quien supo guiarnos por el camino correcto y que no importa cuánto nos tardemos lo importante es llegar con la cabeza en alto y dejar atrás los problemas cotidianos de la vida a quien todavía le debo lo que soy, no te defraudare querido abuelo. A Marisol Miranda por darme su apoyo moral y sobre todo su cariño incondicional que es lo más hermoso que Dios le ha dado. A mis hermanas: Mónica, Érica, Zaida, Estefanía y Lindsay en especial a mi ñaña Mónica Yunga Gómez, quien me ayudo para que siga con mis estudios. Jacqueline Yunga Gómez v AGRADECIMIENTOS Mi gratitud a DIOS por darme salud, y por permitirme culminar mis estudios con satisfacción, y contar con el apoyo de mi familia. A mi madre y abuelito, baluarte permanente, sin negarse a nada aun estando tan ocupados, y sobre todo por permitirme estar segura en medio de las dificultades de este mundo. A mi abuela Rita de las Mercedes Yulán Rodríguez hoy ausente de esta vida, por darme la mejor madre que sin rechazo alguno a sabido escucharme y sobre todo entenderme en mi inmadurez. A mis hermanas en especial mi ñaña Mónica por su apoyo incondicional aun sabiendo que lo que hice está mal y sabiendo que estaría en problemas por mí. Al Sr. José Domingo Yunga Bueno por la ayuda brindada durante mis años de estudios. A Marisol Miranda por su apoyo incondicional aun sabiendo que estaría en problemas, por su paciencia y sobre todo por estar en los buenos y malos momentos de mi vida. Al Biól. Jorge Chávez R. Jefe inmediato por permitirme realizar esta investigación en tan prestigiosa compañía por su aporte y las facilidades que me brindo durante la realización de este proyecto. A la Dra. Matilde Cornejo A. Consejera Académica quien me supo transmitir sus consejos y sabios conocimiento en la elaboración de este trabajo. A la Universidad de Guayaquil, Facultad de Ciencias Naturales, Escuela de Biología por abrigarme durante estos 5 años, y poder culminar mis estudios con éxitos. A la compañía Jefe F.J.H.M. TECH y Asociados “sistema integrado de producción” por el aporte brindado a este trabajo de investigación y permitirme formar parte de su equipo de trabajo. vi Al Ing. Mauro Velasco, Q.F. Galo Vélez, MSc., Biól. William Vergara, Dr. Blanca Avilés, Ing. Galo Cañarte, Ing. Com. Jimmy Mejía, Biól. Mireya Cadena, Biól. Ruth Chóez en especial a la Biól. Betty Salvatierra, Dra. Nelly Cabello, Biól. Iván Zambrano y Biól. Mariuxi de Egas por la ayuda brindada. Al personal técnico, operario y administrativo de la Camaronera “El Carmen” por su hospitalidad, y la ayuda que me brindaron durante mi permanencia en la camaronera en espacial al Ing. Jorge Encalada. Al personal administrativo y operario de la Escuela de Biología en especialmente a: María del Carmen Solórzano, Viviana Cabrera, Alba Matute, Miriam y Martha Vargas, María Sánchez, Elvira Drouet, Martha Besantes, Glenda Vargas, Danilo Herrera, Manuel Cuenca, Antonio Andrade, Eduardo Rodríguez, Marcos Domínguez, Guido Guaranda, Carlos Julio Avilés, Abg. Jorge Solórzano Secretario de la Facultad porque sin egoísmo me ayudaron durante mis años universitarios. A mis amigos los llevo presente en mi mente y corazón que de una u otra forma colaboraron para culminar con éxito esta investigación en especial a Marisol Miranda, Daviña Zambrano, Milo Gonzales, Gino Lindao, Cecilia Nereida, Diana Mideros Naomy Tingo, Arelis Peñafiel, Miriam Quiñones, Juan Salazar, Verónica Iturralde, Jennifer Parrales, Aurora Ayala, Tanía Villegas y otros. A mi gran amigo Edgar Lamar Vizuete hoy ausente en esta vida que siempre fue y será un amigo incondicional. A ti amor, gracias por acariciarme el alma desde tan cerca y lejos a la vez... Jacqueline Yunga Gómez vii PENSAMIENTOS. “La persistencia es la base para todo logro” Carlos Cuauhtémoc “La fidelidad es mucho más que Amor” Walter Riso “Uno se debe quedar donde mejor se sienta” Jacqueline Gómez Es difícil intentar vivir en una sociedad por los problemas que se cruzan por el camino. Sobre todo cuando se siente que estos problemas no les afectan y nos atacan de manera constante de lo que queremos lograr y es en ese momento cuando nos atrapan sin poder salir, porque de nada sirvió luchar si hay personas que no son capaces de mirarnos muchos menos entendernos es en ese momento cuando nos volvemos perdedores. Lo importante es no perder el objetivo para lograr el triunfo, pues perseveramos en lograr lo que soñamos. Pero jamás lograremos entender a la sociedad hasta lograr entender el porqué. Jacqueline Yunga G. viii RESUMEN El trabajo que se presenta es el resultado de la labor realizada sobre el control biológico (patológico y bacteriológico) en las piscinas camaroneras de la empresa Pesquera del Carmen ubicada al sureste de la parroquia San Carlos, cantón Balao provincia de Guayas, durante los meses de Abril, Mayo, Junio del 2011. Se trabajaron en cuatro piscinas cuya superficie total fue de 120 hectáreas. El área de las piscinas 5 y 6 es de 40 hectáreas cada una, mientras que las piscinas 7 y 8 tienen una superficie de 20 hectáreas cada una, y en el laboratorio de patología se realizaron los análisis en fresco. Se analizaron un total de 160 individuos por mes, haciéndose un total de 480 camarones, analizados durante los meses de Abril, Mayo y Junio del 2011. Se pudo identificar epicomensales como; Ascophrys sp., Leucothrix sp., Epistylis sp y Acineta sp., en porcentaje variable y en grado bajo en cada una de las piscinas, como también se observó gregarinas en un porcentaje apreciable durante los meses de estudios. En el mes de Junio en la piscina 6, se observó en fresco túbulos del hepatopáncreas con deformaciones y escasos lípidos, atribuido al desarrollo de bacteria intracelulares tipo Rickettsias, presentándose alta mortalidad; además, se observó la presencia de macrófitas, tipo Ruppia sp que contribuyó a la baja de oxígeno, especialmente durante la noche. El análisis bacteriológico durante los tres meses no se presentó problemas, ya que los agentes que viven y se desarrollan como patógenos no estuvieron en mayores proporciones, además estos pudieron ser controlados con los prebióticos tipos Bacillus sp., que impide la multiplicación de bacterias. Los valores de los parámetros ambientales estuvieron en los siguientes rangos durante los meses de abril y mayo (T=25°C- 28°C; S%o=15-20 ppm; O2=5; TB=50 - 60 cm), a excepción de Junio que debido a las lluvias, tanto el oxígeno y la salinidad fueron menores a los valores indicados. ix ABSTRACT The work presented is the result of the work on biological control (pathological and bacteriological) in shrimp ponds of Pesquera del Carmen located southeast of the parish of San Carlos, Canton Balao Guayas Province, during the months of April, May and June 2011. They worked in four pools whose total area was 120 hectares. The area of the pools 5 and 6 is 40 acres each, while pools 7 and 8 have an area of 20 hectares each and in the pathology laboratory analyzes were performed on fresh. We analyzed a total of 160 individuals per month, making a total of 480 shrimp, analyzed during the months of April, May and June 2011. Epicommensals was identified as; Ascophrys sp. Leucothrix sp. Epistylis Acineta sp and sp. Percentage low degree variable in each of the pools, as also observed in a significant percentage gregarines during the months of study. In the month of June in the pool 6, was observed in fresh hepatopáncrea tubules with few deformations and lipids, attributed to the development of type intracellular bacteria Rickettsia, presenting high mortality, in addition, we observed the presence of macrophytes Ruppia sp type that contributed a low oxygen, especially during the night. The bacteriological analysis for the three months did not show problems since agents live and develop as pathogens were at no greater proportions and these could be controlled with Bacillus sp prebiotics types., Which prevents bacteria from multiplying. The environmental parameter values were in the following ranges during the months of April and May (T = 25 ° C-28 ° C, S% o = 15-20 ppm, O2 = 5, TB = 50-60 cm), June except that due to the rains, both oxygen and salinity were lower than the values shown. x TABLA DE CONTENIDO DERECHO DE AUTOR_____________________________________________________ ii HOJA DE APROBACIÒN___________________________________________________ iii INVITADOS______________________________________________________________iv DEDICATORIA___________________________________________________________ v AGRADECIMIENTO_______________________________________________________ vi PENSAMIENTO______________________________________________________ viii RESUMEN______________________________________________________________ _ ix ABSTRACT________________________________________________________________ x TABLA DE CONTENIDO____________________________________________________xi 1. INTRODUCCIÓN ______________________________________________________ 1 2. ANTECEDENTES ______________________________________________________ 3 3. OBJETIVO GENERAL__________________________________________________ 4 3.1 4. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ___________________________________________ 4 ASPECTO BIOLÓGICO DE CAMARÓN. __________________________________ 5 4.1 TAXONOMÍA DEL Litopenaeus vannamei ___________________________________ 5 4.2 DESCRIPCIÓN _________________________________________________________ 6 4.3CICLO DE VIDA. ________________________________________________________ 7 4.4ORGANO RESPIRATORIO ______________________________________________ 9 5. AREA DE ESTUDIO ___________________________________________________ 10 6. MATERIALES Y MÉTODOS ___________________________________________ 11 6.1MATERIALES DE CAMPO: _____________________________________________ 11 6.2 MATERIALES DE LABORATORIO PARA PATOLOGÍA Y BACTERIOLOGÍA. 11 6.3MÉTODOLOGIA PARA ANÁLISIS EN FRESCO ___________________________ 11 6.3.1 Análisis externo: ______________________________________________________ 12 6.3.2 Análisis Interno del camarón: ___________________________________________ 12 6.3.2.1 Contenido Intestinal __________________________________________________ 13 6.3.2.2 Contenido del Hepatopáncreas __________________________________________ 13 6.3.2.3 Contenido Branquial: _________________________________________________ 14 6.4 METODOLOGÍA PARA BACTERIOLOGÍA. _____________________________ 16 6.4.1 Preparación de Material de Vidrio. ______________________________________ 16 6.4.2 Preparación de los medios de cultivos en Agar TCBS _______________________ 16 6.4.3 Siembra de Hepatopáncreas. ____________________________________________ 16 xi 7. MONITOREO DE LOS PARÁMETROS AMBIENTALES. __________________ 19 7.1 Temperatura ___________________________________________________________ 19 7.2 Potencial de Hidrógeno __________________________________________________ 19 7.3 Salinidad ______________________________________________________________ 19 7.4 Oxigeno Disuelto________________________________________________________ 19 7.5 Turbidez ______________________________________________________________ 19 8. RESULTADOS: _______________________________________________________ 20 8.1. ANÁLISIS EN FRESCO DE LOS CAMARONES DE LAS PISCINAS. __________ 20 8.1.1 PRESENCIA DE EPICOMENSALES____________________________________ 20 8.1.2 GREGARINAS______________________________________________________ 21 8.1.3 HEPATOPÁNCREAS_________________________________________________ 22 8.2 ANALISIS BACTERIOLOGICO. ________________________________________ 23 8.3 ANÁLISIS DE LOS PARÁMETROS AMBIENTALES ______________________ 244 9.CONCLUSIONES: ______________________________________________________ 277 10.RECOMENDACIONES _________________________________________________ 288 11.GLOSARIO ____________________________________________________________ 29 12.BIBLIOGRAFÍA ________________________________________________________ 31 13. ANEXO______________________________________________________________ 33 xii 1. INTRODUCCIÓN En las últimas décadas, el cultivo del camarón ha sido una de las actividades productivas de mayor desarrollo en el país, exportándose hacia diferentes mercados como; Europa, Asia y América. La producción de camarón en cautiverio en el Ecuador tuvo sus inicios en los años 1958 – 1959 en la provincia del El Oro, siendo los pioneros los señores Alfonso Grunauer, Robinson Serrano y Jorge Káiser. Rivera (2003). Raux y Bailey (2002) indican que el incremento de esta actividad en los países de desarrollo se basa en dos factores favorables; el primero es la fuerte demanda para los productos del mar (principalmente de Japón y USA), y el segundo factor fue el control de la reproducción artificial, como consecuencia de esto, el crecimiento de la industria del cultivo de camarón ha tenido efectos significativos en las economías locales y regionales contribuyendo a la creación de empleo y al desarrollo económico. Villón (2009) explica que a medida que el crecimiento de la industria del cultivo del camarón ejerza mayor presión en los recursos naturales costeros, se hace cada vez más necesaria la implementación de técnicas y formas de manejos del cultivo que contribuyan a reducir los impactos ambientales y ayuden a sostener la base natural de recursos. Rivera (2003) expresa que el éxito de la producción de una camaronera, es la calidad de la post-larva nativa o de laboratorio, dependiente del manejo y de los diferentes parámetros químicos, físicos y biológicos, entre estos: temperatura, salinidad, turbidez, oxigeno, potencial de hidrógeno, intensidad de luminosidad, pluviosidad, vientos, todos ellos influyen directamente en las condiciones que debe existir en cada piscina creando un habitad ideal para la especie en cautivo, siendo importante también el tipo de suelo en lo referente a la compactibilidad e impermeabilidad. A partir del 2002, se han presentado alternativas tecnológicas que han permitido la recuperación del sector camaronero, promoviendo la reducción de enfermedades especialmente la mancha blanca. Los resultados de estos estudios han determinado rendimientos máximos de 5000 k y mínimo de 2000 k, en todas las fases de producción. 1 El objetivo de este trabajo es realizar el control biológico (patológico y bacteriológico) en las piscinas camaroneras de la empresa Pesquera del Carmen, ubicada al sureste de la parroquia San Carlos, cantón Balao provincia de Guayas, durante los meses de Abril, Mayo, Junio del 2011. Litopenaeus vannamei Boone, (1931). Tomado de FAO, (2013) 2 2. ANTECEDENTES La acuacultura del camarón nació en 1958, en la provincia de El Oro, específicamente en Sta. Rosa, la principal especie de cultivo en la costa Ecuatoriana es Litopenaeus vannamei considerada una de la más resistente a los cambios ambientales. Rivera (2003). Según Bell (1984) publicó, dos enfermedades graves que afectan al camarón, la primera la afección conocida como “IHHNV” (Infectious Hypodermic and Hematopietic Necrosis Virus/Virus de la Necrosis Infecciosa Hipodérmica), que provoca deformidades en el rostro y anomalías del crecimiento (enanismo), afectando a los camarones de cultivo esencialmente Litopenaeus stylirostris, La segunda enfermedad más grave “WSSV” (Síndrome Viral de la Mancha Blanca) apareció en China en 1993, en el Ecuador y América Latina, en el año 1998 con un carácter epidémico severo, sin precedentes en el continente americano. Según Lightner (1986) indicó que las infecciones bacterianas en el camarón pueden observarse como: erosiones de la cutícula en la superficie del cuerpo, branquias y apéndices (necrosis bacteriana y enfermedad del caparazón), lesiones dentro del cuerpo, y evacuaciones significativas de heces. Las bacterias marinas se encuentran entre los principales agentes etiológicos causantes de enfermedades en crustáceos marinos, capturados del medio natural o cultivados. En el 2003, estudiantes de Costa Rica llegaron a Balao a investigar los problemas presentados en el área y propusieron un proyecto para demostrar la factibilidad del cultivo basado en tecnología y la implementación de microorganismo eficaz “EM”, formado por bacterias, actinomicetos y levaduras que mejoran las condiciones físicoquímicas y biológicas del ambiente. Aguilar, F.; Shintani, M.; y Tabora. (2003). 3 3. OBJETIVO GENERAL Realizar el análisis biológico al camarón Litopenaeus vannamei en cultivo, 3.1 OBJETIVOS ESPECÍFICOS 1. Realizar análisis bacteriológico del camarón. 2. Identificarlos procesos patológicos del camarón. 3. Analizar los principales parámetros químicos del agua. 4 4. ASPECTO BIOLÓGICO DE CAMARÓN. 4.1 TAXONOMÍA DE Litopenaeus vannamei, tomado de Pérez-Farfante y Kensley (1997). Reino: Animal Sub-reino: Metazoa Phylum: Arthropoda Sub- Phylum: Crustácea Clase: Malacostraca Sub -clase: Eumalacostraca Súper-orden: Eucarida Orden: Decápoda Sub-orden: Dendrobranchiata Infra-orden: Penaeidea Súper-familia: Penaeoidea Familia: Penaeidae Género: Litopenaeus Especie: vannamei Nombre común: Litopenaeus vannamei Nombre vulgar: Camarón blanco 5 4.2 DESCRIPCIÓN DE LA ESPECIE. Una característica que permite distinguir esta especie de otro camarón es el rostro, que tiene de 8 a 9 dientes sobre su cresta dorsal y 2 dientes en su cresta ventral, el segundo diente de la cresta ventral se encuentra al mismo nivel o delante del primer diente de la cresta dorsal. Su cuerpo como todos los artrópodos, ésta revestido por un exoesqueleto constituido por quitina. Los apéndices (pares) del cefalotórax son las anténulas, antenas, mandíbulas, maxilas, maxilípedos, pereiópodos y en el abdomen se encuentran los pleópodos o apéndices natatorios, más el telson, que junto a los urópodos forman el abanico caudal. Morales, (1990). Los apéndices cumplen funciones bien distintas, unas como órganos sensitivos, otras como prensores, trituradores, locomoción, actividades sexuales y órganos natatorios (Fig.1). Figura1.-Característica de Litopenaeus vannamei. (2009) 6 www.parasitosenoypatogs.com.ar 4.3 Ciclo de vida. El ciclo de vida del camarón puede ser dividido en dos fases: la marina y la estuarina (Fig.2) Morales, (1990). La reproducción del camarón comienza en aguas alejadas de la costa, cuando el macho deposita en la hembra un paquete de esperma que fertiliza los huevos a medida que son puestos (CPC, 1989). Las hembras grávidas son reconocidas fácilmente por sus ovarios verdes, visibles a través del caparazón Van Olst y Carlberg, (1972). Las hembras son sexualmente inmaduras cuando salen de los estuarios, estas no maduraran hasta que lleguen a los campos de apareamiento, los cuales se encuentran lejos de la costa a profundidades de 12 a 18 metros. Los machos por naturaleza maduran antes que las hembras. Para que ocurra el apareamiento, la hembra debe de haber mudado y encontrarse en un estado característico, con el carapacho o exoesqueleto blando, por otro lado el macho debe tener su exoesqueleto duro. El desove tiene lugar en la temporada cálida, el número de huevos por desove fluctúa entre los 200000 500000 Morales, (1990) y 300000 (CPC, 1989). Existe evidencia de que las hembras desovan más de una vez. La vida normal del camarón es de 6 meses en las piscinas aproximadamente, pero algunos llegan a los dos años Morales, (1990). Una vez que los huevos maduran pasan a través de una serie de estadios larvales: nauplio, zoea y mysis, posteriormente alcanzan el estadio de post-larva que asemeja a un camarón adulto. Luego las post-larvas se mueven en dirección a la costa hacia los estuarios de los ríos, donde se desarrollan rápidamente, pues encuentran una mayor disponibilidad de alimento, menor salinidad, mayores temperaturas y protección contra los depredadores. Después de sucesivas mudas, las post-larvas se transforman en juveniles manteniéndose en los estuarios de los ríos durante un lapso de 3 a 4 meses Morales, (1990), posteriormente comienzan a migrar al mar donde su crecimiento es más rápido (CPC, 1989). 7 1. 2. 3. 4. Adulto Huevos Nauplio Zoea 5. 6. 7. 8. Mysis Postlarvas Pre juvenil Juvenil Figura 2.- Ciclo Biológico del camarón Litopenaeus vannamei. Morales, (1990) 8 4.4 Órgano Respiratorio Figura 3.- Arcos branquiales. Chávez (2009). Las branquias están formadas por un eje central a lo largo del cual están dispuestas extensiones o ramificaciones dicotómicas, en el eje de cada branquia corre dos conducto branquial uno aferente y otro eferente. Del conducto aferente la sangre fluye por cada filamento o laminilla, que retornando al cuerpo por el conducto eferente. (Fig.3). La corriente se forma por acción del epipodito muy largo de la segunda maxila que contribuyen a mantener la corriente de agua en las branquias, a manera de un remo branquial. Los márgenes ventrales del caparazón encajan contra los lados del cuerpo, y el agua entra a la cámara branquial en cualquier punto de los bordes postero-ventrales del cefalotórax, Chávez (2009). 9 5. AREA DE ESTUDIO Este trabajo se realizó en la Pesquería “El Carmen” ubicada al sureste de la parroquia San Carlos, cantón Balao provincia de Guayas, cuyo acceso es la vía Panamericana sur a la altura del kilómetro 120. (Fig. 4). Para el estudio se utilizaron las piscinas 5, 6, 7, 8 de la camaronera El Carmen, cuya superficie total fue de 120 hectáreas. El área de las piscinas 5 y 6 es de 40 hectáreas cada una, (400 m de ancho x 1.000 m de largo) mientras que las piscinas 7 y 8 tienen una superficie de 20 hectáreas cada una (200 metros de ancho x 1.000 m de largo). Figura 4.- Vista aérea satelital donde se realizó las prácticas. Tomada por Google mapa ( 2012) 10 6. MATERIALES Y MÉTODO 6.1MATERIALES DE CAMPO: Atarraya para capturar las muestras. Especímenes en fresco, inmediatamente después de la captura. Recipientes para colocar las muestras. Canoa y remo para la captura de los especímenes a analizarse. 6.2 MATERIALES DE LABORATORIO PARA PATOLOGÍA BACTERIOLOGÍA. Otros Materiales de vidrio Gotero Bandeja plástica Vaso de precipitación Toalla descartable Mechero de alcohol Aza de platino 0,20 (PH) Porta objeto Fósforo Cubre objeto Tabla de disección Caja petri (vidrio) Papel toalla Mandil Materiales Químicos Guante Agar TCBS. Pinzas Alcohol potable Bisturí Agua destilada Papel aluminio Espátula Hoja de reporte Equipos Estufa/Incubadora Tijeras finas de disección Refrigeradora. Periódico Microscopio Calibrador Balanza gramera 11 Y 6.3 METODOLOGÍA PARA ANÁLISIS EN FRESCO 6.3.1 Análisis externo. Se seleccionaron 10 muestras de camarones por piscinas los días lunes y martes semanalmente durante los tres meses. Siendo un total de 480 camarones. La captura del camarón, se realizó en diferentes puntos procurando el mínimo estrés. Los puntos determinados para la captura son: compuerta de salida y el centro de la piscina ya que existe una pendiente que facilita la captura. (Fig. 5) Los organismos se midieron con un calibrador y se pesaron con una balanza gramera digital. Se realizaron las siguientes observaciones: Color general del cuerpo del animal, branquias (amarillas o negras), apéndices rojizos (pereiópodos, pleópodos y urópodos). Revisión de la superficie del caparazón, rostro y anténulas. Tamaño del cuerpo comparado con la mayor parte de la población (enanismo). Deformidad en el rostro. Flexión abdominal (calambre). Decoloración de las diversas regiones del cuerpo. Transparencia del abdomen y del cefalotórax. Textura del exoesqueleto (duro o blando). Tono del abdomen (firme o flácido). Figura 5. Captura de camarones. Cuellar J. y Morales (2008) 12 6.3.2 Análisis Interno: Las partes examinadas bajo el microscopio fueron: hepatopáncreas, branquias, contenido intestinal. 6.3.2.1Contenido Intestinal. Se colocaron las muestras en el mesón para proceder con el análisis interno. Separamos el abdomen del cefalotórax con el bisturí para extraer la muestra de heces con la pinza (que puede o no tener hilo fecal) (Fig.7) Se las coloca en el portaobjeto. (Fig.8) Se desmenuzan con el bisturí. Se agrega dos gotas de agua destilada con el gotero para que se diluya. Se procede a observar: (Fig.9) Figura 7.- Muestra del intestino. Chávez J. (2008.). Figura 8.- Colocación de muestra Chávez J. (2008.) Figura 9.-Se tritura la muestra. Yunga (2011.) 13 6.3.2.2 Contenido del Hepatopáncreas Cortamos la cabeza para extraer la muestra de hepatopáncreas con la pinza. (Fig.10) Colocamos la muestra en el portaobjeto en fila de dos. Luego se coloca otro portaobjeto encima de la muestra, aplastándolo ligeramente. (Fig.11) Se observa la coloración, del hepatopáncreas para ver calidad de lípidos.(Fig.12) Se procede a observar: Figura 10.-Muestra de hepatopáncreas Chávez J. (2008). Figura 11.-Colocación de la muestra. Chávez J. (2008) Figura 12.-Se aplasta la muestra con otro porta objeto. Yunga (2011) 14 6.3.2.3 Branquias: Cortamos la cabeza con el bisturí para extraer la muestra de branquias con la pinza (Fig.13) Las branquias se las coloca en el portaobjeto y se las desmenuza con el bisturí hasta quedar bien reducida. Fig. (14). Se agregan dos gotas de agua destilada para que no se seque el material y facilite el análisis. (Fig. 15) Se procede a observar Figura 13.- Muestra de Branquias. Cuellar J. y Morales (2008) Figura 14.- Colocación de la muestra. Chávez J. (2009) Figura 15.-Se tritura la muestra. Yunga (2011) 15 6.4 METODOLOGÍA PARA BACTERIOLOGÍA. Para este análisis se utilizaron tres especímenes vivos de cada piscina para determinar bacterias que atacan a los camarones, disminuyendo sus defensas naturales tornándolos susceptibles a infección virales. 6.4.1 Preparación de Material. En un recipientecon20 litros con agua potable, luego se agrega 100 ml de cloro líquido, introducimos las placas, cajas Petri y otros, las dejamos 45 minutos, para posteriormente enjuagar hasta que queden bien limpios. El área de trabajo deberá estar limpia y despejada, con excepción de los materiales que serán utilizados. El personal debe de asearse las manos, así como usar mandil, cubre boca y guantes de látex. El material de vidrio a utilizarse deberá esterilizarse en el auto clavado. 6.4.2 Preparación de los medios de cultivos en Agar TCBS, (Tiosulfato-citrato- sales de Bilis– Sacarosa). Se pesa 8,99 gramos Agar TCBS para preparar cinco cajas Petri. En un beacker de 100 ml se agrega agua destilada; en una cocineta eléctrica se calienta el agua, se agrega los 8,99 gramos de agar y con una varilla de vidrio agitamos hasta disolver el agar cuidando que no se pegue. En el momento que empieza a hervir, el agar TCBS va a subir para evitar que esto suceda lo retiramos del fuego y lo dejamos enfriar hasta los 50°C. Limpiar la espátula con alcohol industrial y flamearla en el mechero, que puede ser de alcohol o gas para esterilizar (Fig.16) El agar enfriado hasta 50°C, está listo para ser depositado a las cinco cajas Petri de vidrio. Guardamos las cajas de agar en la incubadora hasta su uso(Fig.17) . 16 Figura 16.-Preparación del agar. Cuellar J. y Morales (2008) Figura 17.-Incubadora para el agar. Yunga (2011) 6.4.3 Siembra de hepatopáncreas. Recogemos cuatro muestras de camarón por piscinas, una vez cada semana por tres meses. Con el bisturí hacemos un corte al final del cefalotórax y extraemos la muestra de hepatopáncreas con el asa de platino de 0,20 mm. (Fig.18) Prendemos los mecheros rodeando la caja Petri. Colocamos la muestra al porta objeto (ya flameado) para evitar la contaminación. Juntamos las placas con la muestra para mezclarlas y luego retirar, con el asa de platino 0,20 mm lo suficiente para luego depositarla a la caja de agar. (Fig.19) La placa de agar ya lista y marcada con el número de la piscina y se pueden dividir en dos, tres y hasta cuatro sectores, con el fin, de ahorrar material. (Fig.20) Se alza apenas la caja de agar y colocamos la muestra con el aza de platino de 0.20mm. La caja de agar debe estar en constante calor para evitar contaminación. La siembra será hecha muy junto al fuego del mechero para evitar cualquier contaminación. 17 Lo tapamos despacio y se lo lleva a la estufa a 50°C. Hasta el otro día ver su resultado. Figura 18.- Extraemos el hepatopáncreas. Chávez J. (2008) Figura 19.- Mezclamos la muestra y la colocamos en la caja Petri. Chávez J. (2008) Figura 20.- Las placas se pueden dividir en dos, tres y hasta cuatro parte. Chávez J. (2008) 18 7. MONITOREO DE LOS PARÁMETROS AMBIENTALES. Durante el periodo que duro el trabajo de investigación se monitorearon los parámetros ambientales como temperatura, potencial de hidrógeno pH, salinidad, oxígeno disuelto y turbidez. 7.1 Temperatura Este parámetro se registró en la mañana y en la tarde, para determinar la variación de temperatura diaria en las piscinas objeto del estudio. El instrumento utilizado fue el peachimetro, que además de medir el Potencial de Hidrógeno sirve también para medir la temperatura. 7.2 Potencial de Hidrógeno Este parámetro se tomó una vez al día, para conocer los valores de alcalinidad de las piscinas. Los valores aceptables deben estar entre 7 – 8,5; si se rebasan estos límites es alerta de posibles problemas. 7.3 Salinidad Se utilizó el salinómetro, para determinar los niveles de salinidad de las piscinas. Este parámetro se tomó dos veces al día en la mañana y en la tarde. La salinidad de las piscinas fluctúo entre 15 y 20 ppm. Cuando la salinidad de las piscinas sobrepaso estos límites, se efectuaron recambios de agua, para evitar efectos estresantes en el crecimiento del camarón. 7.4 Oxígeno Disuelto Este parámetro se toma dos veces al día con la ayuda del oxigenómetro portátil en la mañana a las 05H00 y en la tarde a las 17H00, para determinar las variaciones de oxígeno durante el día. 7.5 Turbidez Es la cantidad de luz que penetra en una columna de agua y nos marca el límite fotico. La turbidez se determina con el disco Sechi. Este parámetro se lo mide una vez por semana. El rango normal de la piscina debe estar entre los 50 - 60 cm. Si la turbidez esta en 30 cm significa que el agua está cargada de fitoplancton, materia orgánica o solido de suspensión y si pasa los 60cm significa escasez de flora y fauna. 19 8. RESULTADOS Durante los meses de abril, mayo y junio en que se realizó el trabajo de entrenamiento se determinó que los camarones de las diferentes piscinas tuvieron el siguiente comportamiento: 8.1. ANÁLISIS EN FRESCO DE LOS CAMARONES DE LAS PISCINAS. 8.1.1 Presencia de epicomensales. En el mes de Abril entre los géneros identificados en 160 animales analizados fueron; Ascophrys sp., en 45%, Leucothrix sp., en 42%, Epistylis sp., en 12%, y Acineta sp., en un 1%, todos en grado bajo (fig. 21). En el mes de mayo con igual números de camarones analizados se observó una baja en la presencia de epicomensales, Ascophrys sp., en un 40%, Leucothrix sp., en un 35 %, y Epistylis sp., en un 20%, Y un ligero aumento de Acineta sp., en el 5 %. En el mes de junio los epicomensales variaron en el porcentaje en relación a los dos meses anteriores, el Ascophrys sp, en un 15%, el Epistylis sp, en un 10%, el Leucothrix sp, en un 1%, y el Acineta sp, en un 10% que en los meses anteriores se había mantenido en valores no detectables. (Anexo 1) BRANQUIAS 50% 45% 40% 35% 30% 25% 20% 15% 10% 5% 0% Epistylis Ascophrys Leucothrix Acinetas Abril Mayo Junio Figura 21.- Valores de los epicomensales en las branquias. 20 8.1.2 Gregarinas. En forma general, del total de 480 especímenes analizados se puede decir que durante los meses de Abril y Junio los camarones estuvieron infectados con gregarinas en un 40% y 48% respectivamente en grado alto, mientras que en el mes de Mayo se observó una baja en la presencia de estos organismos. (Figura 22 y 23). Figura 22.- Porcentaje de gregarinas analizadas en el contenido intestinal de 480 camarones Fig. #: 23 Montaje en fresco de gregarinas Nematopsis sp., en el intestino medio de un P. vannamei. Cuéllar, Anjel y Morales. (2008). 21 8.1.3 Hepatopáncreas. Durante los 3 meses en que se realizaron los análisis de hepatopáncreas en 480 camarones siempre se observó presencia de lípidos y los túbulos normales. (Fig. 24). A excepción del mes de Junio, en las piscinas 6 y 7 hubo mortalidad, pudiéndose observar que el 85% de las muestras presentaban los túbulos con deformaciones y con escasos lípidos, lo que indicaba que de acuerdo al trabajo de Chávez. (2008) corresponde a la 2da etapa de la enfermedad causada por Rickettsias, conocida como mal de texa, NHP “R2” y que probablemente provocó la mortalidad de los animales observados. (Fig. 25 y 26). Cabe resaltar que durante este mes hubo desarrollo de macrófitas tipo Ruppia sp, lo que contribuyó a la baja de oxigeno especialmente en la noche. a) b) Figura 24.- Hepatopáncreas que muestran los túbulos normales con suficientes lípidos. a) En fresco, b) en dibujo. Chávez J. (2008) a) b) Figura 25.- Túbulos medios deforme con pocos lípidos en hepatopáncreas. a) En fresco, b) en dibujo. Chávez J. (2008) 22 Figura 26.- Valores de necrosis en el hepatopáncreas durante los meses de muestreo. 8.2 ANALISIS BACTERIOLOGICO. Durante los meses de abril, mayo y junio no se presentaron problemas bacteriológicos en las piscinas, ya que los agentes que comúnmente viven y se desarrollan como patógenos no se estuvieron en mayores proporciones, además estos pudieron ser controlados con los prebióticos tipos Bacillus (sp) que impide la multiplicación de bacterias. 23 8.3 ANÁLISIS DE LOS PARÁMETROS AMBIENTALES Durante Los meses de abril, mayo y junio, Los valores de los parámetros ambientales tuvieron el siguiente comportamiento: En la figura 27, se puede observar la variación de la temperatura durante el día (mañana y tarde) su rango fue T° 25°C - 28°C. Figura 27.- Valores de temperatura en °C. En la figura 28 se puede observar la variación del oxígeno durante los meses de estudio, su rango fue 4.4 a 4 mg/l. Figura 28.- Valores de oxígeno en mg/l. 24 En la figura 29 se puede observar que en el mes de junio bajó la salinidad a 15%o por la fuerte crecida de los ríos y las lluvias durante el mes. Figura 29.- Valores de Salinidad en %o ppm. En la figura 30 y 31 se puede observar el comportamiento de la turbidez y el pH durante el día en los tres meses de estudio. Figura 30.- Valores de Transparencia en cm. 25 Figura 31.- Valores del pH en °C. 26 9. CONCLUSIONES: 1. El entrenamiento realizado en la camaronera del Carmen, sirvió para aprender, reconocer y aplicar los métodos utilizados en el análisis patológico y bacteriológico del camarón. 2. Reconocer y evaluar la presencia de protozoarios epicomensales que estaban presente en las piscinas. 3. En el mes de Junio, la alta pluviosidad y la disminución de la salinidad, provocó el aumento de protozoarios epicomensales que causaron necrosis branquial en los camarones. 4. La baja salinidad, oxígeno y la presencia abundante de Rickettsias causaron alta mortalidad en dos piscinas en el mes de junio. 5. Los valores de los parámetros ambientales se presentaron dentro de los rangos normales durante el periodo de estudios. 6. El uso de prebióticos tipo Bacillus permitió el control de agentes patógenos en las piscinas camaroneras. 27 10. RECOMENDACIONES a. Debido a que las piscinas están sujeta a la entrada de agua directa de los ríos, se recomienda implementar un sistema de precipitación de sólidos en la estación de bombeo. b. Mantener el protocolo planificado para los análisis patológico y bacteriológico en el control de agentes patógenos en esta actividad. c. Continuar con el monitoreo químico del agua. d. Realizar continuo monitoreo y diagnósticos continuos de los parámetros biótico y abiótico en el cultivo del camarón como parte de la optimización de la actividad. 28 11. GLOSARIO: Agar: Medio de cultivo sólido que se utiliza para el aislamiento de bacteria. Alcalino: Compuesto cuyo pH es superior a 7. Autoclave: Dispositivo que sirve para esterilizar material médico o del laboratorio, utilizando vapor de agua alta presión y temperatura. Bacterias: Microorganismos unicelulares en forma de filamentos, cocos y estructuras espirales. Calambre: Proceso de fatiga muscular que implica una contracción rígida del músculo esquelético, producida por un período hipoxia prolongada. Cefalotórax: Parte del cuerpo de los crustáceos, arácnidos que está formado por la cabeza y el tórax. Cutícula: Es la capa más externa del tegumento, segregada por la epidermis. Edema: Es la acumulación de líquido en el espacio tisular intercelular y también en las cavidades del organismo, debido al incremento de los líquidos. Estrés: Alteración física o psíquica que se le hace al organismo. Fotico: Capa de penetración de la luz. Hemolinfa: Liquido interno y nutrientes de los invertebrados que no contiene oxígeno. Hepatopáncreas: Glándula Digestiva del camarón, encargada de producir enzimas y hormonas. Larvicultura: Etapa en el cultivo de camarón relacionado con el desarrollo de larvas y postlarvas. Macerado: Sumergir una sustancia en un líquido para extraer su partes solubles. Muda: Desprendimiento periódico de la cubierta externa, como el exoesqueleto en Artrópodos (camarones, cangrejos, langostas), para permitir el crecimiento. Necrosis: Es la muerte patológica de un conjunto de célula o de cualquier tejido del organismo, provocada por un agente nocivo que provoca una lesión grave que no se puede reparar. Nódulo: Pequeña protuberancia situada en diversos tejidos. 29 Patología: Es la parte de las ciencias médicas, humanas y animales encargadas del estudio de las enfermedades en su más amplio sentido es decir, como procesos o estados anormales de causas conocidas o desconocidas. Pereiópodos: Apéndices motrices de los camarones utilizados para caminar sobre superficies sólidas. Postlarvas: Estado que ocurre después del estado larval, parecido al juvenil pero aún le faltan crecer. Síndrome: Conjunto de síntomas de una enfermedad. Taxonomía: Disciplina que estudia los principios, métodos y fines de la clasificación delos seres vivos. Urópodos: Apéndices del sexto segmento que están dirigidos hacia atrás y junto con el telson forman el abanico caudal. Virus: Es una entidad biológica capaz de autor replicarse utilizando la maquinaria celular. Es un agente potencial patógeno compuesto por una capsula de proteínas que envuelve al ácido nucleico que puede ser ADN o ARN. Zooplancton: Es la fracción del plancton constituida por seres que se alimenta de materia orgánica ya elaborada por ingestión. 30 12. BIBLIOGRAFÍA. Aguilar, F.; Shintani, M.;& Tabora. 2003. Tecnologia e Implementacion de Microorganismo.“Estudio de factibilidad de Penaeus vannamei” Sostenible en Balao Ecuador. Universidad EARTH Guácimo. Costa Rica. Bell, M. 1984. Enfermedades que afectan al camaron IHHN. Virus Infectivity and pathogenicity studies in Penaeus vannamei.Aquaculture .38:185-194. Chávez, R. J. 2008. Curso Práctico de Patología en camarones en fresco. Santa Elena: SLA. Documento personal. Chávez, R. J. 2009. Criterio biológico en la Interpretación de análisis de campo como nueva herramienta en la acuacultura moderna. American Soy bean Association (ASA) International Marketing, United Soybean Board (USB) Making Your Chackoff Pay off Garzal-Modercorp-TonsnaNovember. 92pp. Documento personal. Cuéllar, J.;Anjel y Morales V. 2008. Guìa técnica. 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